[求救] 鹼性環境的His-tag純化
小魯又來了，謝謝先前大大們的意見
之前一直在嘗試用e.coli表達純化
後來發現不論怎麼用 蛋白幾乎全部都卡在固體中
老闆認為應該是inclusion body
改用低溫表達結果幫助不大
最後決定純化inclusion body的蛋白
參考paper的方式用輕微變性的方式溶解固體
首先用含有lysozyme、PMSF的buffer收菌pellet
利用冷凍解凍再sonication破菌
10000g離心後再分別用1%、2%triton洗掉脂質膜
接著用1M NaCL清洗、再用DDW 清洗
這個時候的pellet其實沒什麼變化，感覺沒有洗掉inclusion body以外的東西
但還是繼續做
用2M urea pH 12.5的 buffer搖晃8小時 溶解固體
16000g 離心30分鐘，這時候的固體變很少了，已經溶解大部分
（這部分跑膠過了，有蠻多我的目標蛋白，還算乾淨，背景沒有很多雜band)
取上清液與NTA-beads binding 2小時
後面就用10、20mM 的imidazole清洗
然後用250mM imidazole elute
發現好像beads上吸的蛋白沒有很多
可是照吸附原理來看
應該是pH越高 histag越容易吸上beads
但結果看起來不像
Beads說明書是說pH大於12的話binding不要超過2小時，怕beads被破壞之類的？
另外除了binding不好之外
Elute的效率也沒有很好
還是說250mM的濃度其實不夠
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好的我們後來發現真的不需要過column了，ib洗乾淨的話真的都是我們要的蛋白
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我們希望蛋白仍保有活性，後來有paper說ib不見得一定是無序糾結，我們才嘗試走這條路
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跑膠看binding前後的上清液 發現目標蛋白看起來沒減少，但beads理論上的吸附容量蠻大的
感覺binding後的液體目標蛋白應該要明顯減少?
※ 編輯: s992003 (140.128.123.73), 06/13/2017 17:11:29
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